Peran Cekaman Abiotik dalam Rekayasa Metabolit Sekunder Tumbuhan



BAB 1Pengaruh Cekaman Abiotik Terhadap Metabolit Sekunder Tumbuhan

1.1 Pengaruh Cekaman Abiotik Terhadap Tumbuhan

Tanaman membutuhkan cahaya, air, karbon dan nutrisi mineral untuk pertumbuhan, perkembangan dan reproduksi yang optimal. Kondisi ekstrim (di bawah atau di atas tingkat optimal) membatasi pertumbuhan dan perkembangan tanaman. Lingkungan yang tidak menguntungkan yang terdiri dari suhu yang sangat tinggi atau rendah, salinitas dan kekeringan menimbulkan serangkaian kondisi stres yang kompleks. Tanaman dapat merasakan dan bereaksi terhadap tekanan dengan banyak cara yang mendukung kelangsungan hidupnya (Jiang  et al., 2016). Tanaman mengingat paparan terdahulu terhadap tekanan abiotik dan bahkan mekanisme untuk mengatasinya sedemikian rupa sehingga respons terhadap tekanan berulang dapat dimodifikasi sesuai dengan kondisi tersebut (Hilker  et al., 2015). Namun, mekanisme molekuler yang mendasarinya belum diketahui secara lengkap. Efek paling jelas dari kondisi yang tidak menguntungkan awalnya muncul di tingkat sel setelah itu gejala fisiologis dapat diamati.

Cekaman air mempengaruhi status fisiologis tanaman termasuk kemampuan fotosintesis. Cekaman air yang berkepanjangan menurunkan potensi air daun dan pembukaan stomata, mengurangi ukuran daun, menekan pertumbuhan akar, mengurangi jumlah, ukuran, dan viabilitas benih, menunda pembungaan dan pembuahan serta membatasi pertumbuhan dan produktivitas tanaman (Xu et al. , 2016). Oleh karena itu, tanaman dengan cerdas mengembangkan mekanisme yang berbeda untuk meminimalkan konsumsi sumber daya air yang optimal dan mengelola pertumbuhannya sampai mereka menghadapi kondisi yang merugikan. Paparan intensitas cahaya rendah atau tinggi mengurangi proses fisiologis dan mempengaruhi pertumbuhan dan perkembangan tanaman. Cahaya berlebih menginduksi fotooksidasi yang meningkatkan produksi zat antara oksigen yang sangat reaktif untuk memanipulasi biomolekul dan enzim. Dalam kondisi yang parah, kehilangan produktivitas tanaman diamati (Li  et al., 2009).

Kerusakan akibat pembekuan (dingin) atau peningkatan suhu merupakan penyebab utama hilangnya panen. Berbagai faktor edafik seperti keasaman, salinitas, dan alkalinitas tanah (Bui, 2013), kontaminasi polutan dan gangguan antropogenik (Emamverdian  et al., 2015) sangat mempengaruhi perkembangan tanaman dan mempengaruhi produksi tanaman. Tingkat kondisi asam yang berbeda sangat mempengaruhi unsur hara tanah dan membatasi kemudahan ketersediaannya sehingga tanaman menjadi kekurangan unsur hara dan kehilangan pola fisiologis normal pertumbuhan dan perkembangannya.

Paparan awal terhadap salinitas menyebabkan toksisitas ion di dalam sel diikuti dengan gangguan keseimbangan osmotik ketika stres berkepanjangan untuk durasi yang lebih lama. Efek gabungan dari gangguan ionik dan osmotik ini menghasilkan perubahan pertumbuhan dan perkembangan tanaman. Toleransi terhadap cekaman salinitas perlu mempertahankan atau dengan cepat menyesuaikan homeostasis osmotik dan ionik di dalam sel. Untuk memerangi salinitas, tanaman biasanya mencoba untuk menghindari lingkungan salinitas tinggi dengan menjaga jaringan tanaman sensitif jauh dari zona salinitas tinggi atau dengan mengeluarkan ion dari akar atau memisahkan ion dari sitoplasma sel yang aktif secara fisiologis (Silva  et al., 2010). Tanaman di bawah kondisi dingin yang ekstrim bertahan baik melalui menghindari pendinginan super air jaringan atau melalui toleransi pembekuan. Spesies tanaman tertentu telah mengembangkan kemampuan untuk mentolerir suhu super-dingin atau beku dengan meningkatkan respon anti-beku mereka dalam fotoperiode pendek, sebuah proses yang disebut aklimatisasi dingin (Thomashow, 2010).

Setelah merasakan rangsangan stres, tanaman menunjukkan respons langsung dan efektif untuk memulai kaskade pensinyalan spesifik stres yang kompleks. Sintesis fitohormon seperti asam absisat, asam jasmonat, asam salisilat dan etilen (Todaka  et al., 2012), akumulasi asam fenolik dan flavonoid (Tiwari  et al., 2011), elaborasi berbagai antioksidan dan osmolit dan aktivasi faktor transkripsi (TF), dimulai bersama dengan ekspresi gen spesifik stres untuk memasang sistem pertahanan yang sesuai (Prasch dan Sonnewald, 2013). Meskipun banyak mekanisme yang terkait dengan toleransi stres pada tanaman telah diketahui, pengetahuan kami tentang 'respon di lapangan' tanaman terhadap paparan simultan terhadap beberapa tekanan masih sangat baru.

Aspek paling penting dalam mengurangi stres pada tanaman adalah memahami mesin molekuler tingkat halus dan jaringannya yang beroperasi di bawah kondisi stres. Ini termasuk penjelasan elaboratif kelimpahan jalur metabolisme dan gen pengatur mereka dalam varietas tanaman. Identifikasi sifat multigenik yang terlibat dalam respons stres, eksplorasi penanda terkait untuk gen tersebut, dan penyelidikan probabilitas untuk mengumpulkan gen penting melalui program pemuliaan adalah fokus strategi mitigasi stres saat ini. Strategi lain yang telah diajukan untuk pengentasan cekaman abiotik pada tanaman termasuk penggunaan berbagai biomolekul tanaman dan asal mikroba. Pendekatan ini membuka pintu gerbang baru bagi para ilmuwan untuk menggali metode baru untuk mengurangi tekanan abiotik pada tanaman yang ditanam di lapangan (Meena et al, 2017). Pengaruh dan Respons Tanaman terhadap cekaman abiotik ditunjukkan pada Gambar 1.

Gambar 1 Pengaruh dan Respons Tanaman terhadap cekaman abiotik

1.2 Respons Fisiologis dan Molekuler Tanaman Terhadap Cekaman Abiotik

Tanaman dapat meneganali kondisi lingkungan, mengelola, memelihara, atau menghindari perubahan kondisi lingkungan. Persepsi tanaman terhadap rangsangan lingkungan dan tanggapan terhadap tekanan abiotik melibatkan crosstalk metabolik interaktif dalam jaringan dan jalur biosintetik yang beragam. Arsitektur akar dianggap lebih sensitif dalam merasakan rangsangan abiotik dan bereaksi sesuai di dalam tanah yang merupakan fenomena kompleks yang melibatkan perubahan dinamis dan real-time pada tingkat genetik, transkriptomik, seluler, metabolisme, dan fisiologis (Atkinson dan Urwin, 2012). Dampak utama dan langsung dari cekaman kekeringan, suhu dingin, salinitas dan panas adalah terciptanya kondisi kekurangan air di dalam sel diikuti oleh perkembangan paralel dari respon biokimia, molekuler dan fenotipik terhadap cekaman (Xu dan Zhou, 2006).

Di lingkungan, tekanan yang dialami oleh tanaman mungkin banyak, sehingga tanggapannya lebih kompleks terhadap beberapa tekanan dibandingkan dengan stres individu. Kompleksitasnya terletak pada pengaktifan ekspresi gen spesifik yang diikuti oleh pemrograman metabolik dalam sel sebagai respons terhadap tekanan individu yang dihadapi. Toleransi, pertahanan atau kerentanan terhadap tekanan adalah peristiwa dinamis yang melibatkan beberapa tahap perkembangan tanaman. Daripada memaksakan efek aditif pada tanaman, respon cekaman abiotik dapat mengurangi atau meningkatkan kerentanan tanaman terhadap cekaman biotik yang disebabkan oleh hama atau patogen. Hal ini menjadi lebih penting ketika kita mempertimbangkan tanaman pertanian karena, dalam banyak sistem pertanian, sebagian besar tanaman tumbuh dalam kondisi lingkungan suboptimal yang membatasi potensi genetik tanaman untuk pertumbuhan dan perkembangan (Bray  et al., 2000).

Pertahanan, perbaikan, aklimatisasi dan adaptasi adalah komponen utama dari respon resistensi terhadap tekanan. Tanaman rentan terhadap cekaman air. Perubahan lingkungan seperti kondisi air rewatering atau siklus air paling sering dibuat dalam kondisi iklim yang berubah secara global. Di bawah kondisi defisit air yang parah, peroksidasi dapat diinduksi yang menyebabkan dampak negatif pada metabolisme antioksidan. Penyiraman lebih lanjut menurunkan tingkat peroksidasi dan mengembalikan pertumbuhan dan perkembangan bagian tanaman baru dan pembukaan stomata. Pada akar, kekeringan dan penyiraman kembali menyebabkan akumulasi H2O2 yang tinggi (Bian dan Jiang, 2009).

Respon kekeringan bervariasi dari tanaman ke tanaman dalam hal aktivitas enzim superoksida dismutase (SOD) yang memainkan peran sentral dalam metabolisme antioksidan. Pada tanaman bluegrass, aktivitas SOD tetap tidak terpengaruh oleh kondisi kekeringan dan ekspresi gen FeSOD dan Cu/ZnSOD diatur ke bawah. Pada nodul Alfalfa, FeSOD dan CU/ZnSOD diregulasi oleh kekeringan sedang, yang berimplikasi bahwa respon berbeda dari spesies dan jaringan. Peningkatan kadar garam yang ada di dalam tanah merugikan sel-sel tanaman, dan sel-sel yang berbeda dalam jaringan merespon secara berbeda terhadap tekanan yang disebabkan karena salinitas. Sel-sel yang tertekan terlepas dari lokasinya, baik di permukaan akar atau di dalam jaringan internal, mempengaruhi tetangganya dan menyebabkan perubahan pola ekspresi gen selama durasi stres (Dinneny  et al., 2008).

Penurunan drastis dalam potensi osmotik tanah terjadi karena kadar garam yang tinggi, hasil akhirnya adalah keracunan ion ditambah dengan cekaman air pada tanaman. Keadaan ini dapat mempengaruhi vitalitas tanaman dengan menekan perkecambahan biji dan pertumbuhan bibit, menghambat penuaan tanaman dan akhirnya menyebabkan kematian. Peran jalur pensinyalan stres Salt Overly Sensitive (SOS) yang terdiri dari tiga protein utama yang terlibat SOS1, SOS2, dan SOS3 ditunjukkan dengan baik. Kondisi salinitas menyebabkan penurunan kadar asam amino aromatik seperti sistein, arginin dan metionin. Akumulasi prolin dalam sel adalah strategi pengentasan umum dari stres salinitas. Demikian pula, generasi oksida nitrat (NO), aktivasi enzim dan senyawa antioksidan, modulasi hormon, akumulasi glisin betaine dan poliol adalah beberapa perubahan lain dalam tanaman akibat cekaman salinitas (Gupta dan Huang, 2014). Hal ini terutama terjadi karena tidak tersedianya air dan mutilasi pada ketersediaan hara yang disebabkan oleh konsentrasi garam yang tinggi sehingga banyak merusak jaringan tanaman dan pada akhirnya mempengaruhi produktivitas. Karena kenaikan suhu global yang terus-menerus, tekanan panas menjadi masalah pertanian yang penting karena berdampak buruk pada produksi tanaman.

Peningkatan suhu memiliki dampak buruk pada perubahan morfo-anatomi, fisiologis, biokimia dan genetik pada tanaman. Pemahaman menyeluruh tentang respon fisiologis tanaman terhadap panas dan mekanisme toleransi dapat mengarah pada pengembangan strategis pendekatan yang lebih baik untuk manajemen produksi tanaman. Panas mempengaruhi tanaman pada tingkat perkembangan yang berbeda, dan suhu tinggi menyebabkan perkecambahan biji berkurang, hilangnya fotosintesis dan respirasi dan penurunan permeabilitas membran (Xu  et al., 2014).

Perubahan tingkat fitohormon, metabolit primer dan sekunder, peningkatan ekspresi kejutan panas dan protein terkait dan produksi spesies oksigen reaktif (ROS) adalah beberapa respons yang menonjol dari tanaman terhadap cekaman panas. Strategi mitigasi pada tanaman melawan cekaman panas melibatkan aktivasi mekanisme yang mendukung pemeliharaan stabilitas membran dan induksi kaskade protein kinase teraktivasi mitogen (MAPK) dan protein kinase yang bergantung pada kalsium (CDPK). Selain itu, pemulungan ROS, akumulasi metabolit antioksidan dan zat terlarut yang kompatibel, pensinyalan pendamping dan modulasi transkripsi adalah aktivitas paralel tertentu yang membantu sel mempertahankan tekanan panas (Wahid  et al., 2007). Kondisi stres ganda memberikan dampak yang lebih menguntungkan pada tanaman dibandingkan dengan yang ditimbulkan oleh stres individu saja.

Kombinasi tekanan pada akhirnya mengurangi efek merugikan satu sama lain sehingga meningkatkan kemungkinan kelangsungan hidup tanaman yang lebih baik. Dampak kumulatif kekeringan dan akumulasi ozon (O3) pada tanaman menghasilkan toleransi yang lebih baik. Pengaruh gabungan dikaitkan dengan penurunan nilai konduktansi stomata. Peningkatan konsentrasi glutathione tereduksi dan asam askorbat secara efektif mengais ROS, sehingga menyebabkan penurunan yang cukup besar dalam kandungan total ROS. Namun, merupakan tugas yang sulit untuk menyimpulkan pola respon tanaman terhadap stres tunggal, terutama ketika tumbuh di lapangan dari dampak kumulatif dari tekanan lingkungan. Beberapa tekanan terjadi secara bersamaan dalam kondisi lapangan dan begitu, mekanisme multifaset ada di pabrik untuk mengatasi situasi yang merugikan dengan cepat berfluktuasi.

Meskipun banyak upaya telah dilakukan untuk mengevaluasi respon tanaman terhadap kondisi stres tunggal, upaya untuk menilai dampak kondisi stres gabungan pada tanaman di bawah percobaan laboratorium simulasi terbatas. Ini secara khusus membatasi pengetahuan dan pemahaman kita tentang respons tanaman terhadap tekanan gabungan dan prediksi mekanisme toleransi stres kumulatif di laboratorium atau kondisi lapangan. Fitohormon sangat penting untuk pertumbuhan dan perkembangan tanaman tetapi mereka berperan penting dalam toleransi cekaman abiotik. Profil ekspresi gen mengungkapkan bahwa prioritas sinyal yang dilakukan oleh sakelar protein seperti kinase, TF, dan protein G sebagian besar diatur oleh hormon (Yao  et al., 2011).

Tanaman biasanya menyalurkan sumber daya fisiologisnya untuk beradaptasi dengan cekaman abiotik yang membuat mereka lebih rentan terhadap cekaman biotik seperti herbivora dan serangan penyakit. Jalur respons stres abiotik yang bergantung pada ABA adalah yang dominan. Jalur pertahanan lain yang berakar melalui asam salisilat, asam jasmonat atau etilen juga memicu tanaman untuk respons stres abiotik. Misalnya, memicu produksi ROS untuk meminimalkan kerugian selama cekaman abiotik dapat mencegah tanaman dari serangan patogen biotrofik, tetapi membuat tanaman lebih rentan terhadap patogen nekrotrofik. Hormon lainnya, JA efektif untuk respon pertahanan terhadap patogen nekrotrofik dan terkait dengan ISR oleh mikroba yang menguntungkan (Matilla  et al., 2010). Studi omics dapat membantu dalam memahami interaksi tanaman-mikroba yang kompleks ini dan pemanenan terkait dan pemahaman terkait.

1.3. Peran Metabolit Sekunder Tumbuhan

Pada tingkat molekuler, anatomi dan morfologi, toleransi atau mekanisme adaptasi telah dikembangkan oleh tanaman sebagai respons terhadap berbagai perubahan iklim. Mekanisme yang efisien ini termasuk penyesuaian sistem membran dan arsitektur dinding sel, perubahan siklus sel serta kecepatan pembelahan sel, aktivasi saluran ion spesifik dan kaskade kinase (Fraire-Velazquez  et al., 2011). Stres abiotik juga menyebabkan aktivasi dan represi banyak gen pada tingkat molekuler. Tanaman juga mengakumulasi berbagai enzim chelating oksigen reaktif, metabolit sekunder dan fitohormon untuk meminimalkan kerugian biologis yang disebabkan oleh tekanan ini. Di antaranya, metabolit sekunder merupakan senyawa yang berperan penting dalam adaptasi dan perlindungan tanaman terhadap herbivora, patogen, dan berbagai tekanan lingkungan (Akula dan Ravishankar, 2011). Metabolit primer yaitu karbohidrat, asam amino, lipid dan nukleotida merupakan prekursor untuk sintesis metabolit sekunder. Biosintesis, konsentrasi dan transportasi senyawa ini sangat tergantung pada kondisi budidaya seperti habitat, waktu panen, iklim (cahaya, suhu) dan status nutrisi tanah. Interaksi tanaman dengan kondisi iklim yang beragam berperan sebagai pendorong biosintesis metabolit sekunder tanaman. Penelitian tentang MAP sehubungan dengan akumulasi metabolit sekunder di bawah tekanan abiotik sangat terbatas dibandingkan dengan tanaman komersial lainnya. Sudah saatnya tanaman ini diprioritaskan karena merupakan sumber penting dan potensial untuk biomolekul aktif untuk nutraceuticals, kosmetik, dan obat-obatan.

Metabolit sekunder, yang merupakan ciri khas tanaman, sangat penting dan dapat melindungi tanaman dari berbagai macam mikroorganisme (infeksi, mikroba, organisme) dan herbivora (artropoda, vertebrata). Serupa dengan keadaan dengan semua kerangka pertahanan tanaman dan makhluk hidup, beberapa patogen tertentu telah berkembang pada tanaman dan telah mengatasi hambatan pertahanan zat. Metabolit sekunder berfungsi: 1. Sebagai senjata agresif yang digunakan untuk melawan mikroba, parasit, amuba, tanaman, serangga, dan makhluk penting lainnya; 2. Sebagai spesialis pengangkutan logam; 3. Sebagai spesialis interaksi yang menguntungkan antara mikroorganisme dan tanaman, nematoda, serangga, dan makhluk yang lebih tinggi; 4. Sebagai hormon seksual; dan 5. Sebagai efektor pemisahan. Gambar 2 menunjukkan beberapa peran utama dari metabolit sekunder yang berkaitan dengan cekaman abiotik.

Gambar 2 Peran utama dari metabolit sekunder

1.4 Cekaman Kekeringan dan Metabolit Sekunder

Cekaman air merupakan salah satu cekaman lingkungan terpenting yang dapat mengatur pertumbuhan dan perkembangan morfologi tanaman, dan mengubah sifat biokimianya. Defisit air yang parah telah dianggap mengurangi pertumbuhan tanaman, tetapi beberapa penelitian telah menunjukkan bahwa cekaman air dimungkinkan untuk meningkatkan jumlah Metabolit Sekunder di berbagai spesies tanaman. Dalam berbagai percobaan, ditunjukkan bahwa ketika terkena cekaman kekeringan tanaman mengakumulasi konsentrasi Metabolit Sekunder yang lebih tinggi. Pada Pisum sativum cv. Meteor, konsentrasi flavonoid pada tanaman yang mengalami kekeringan meningkat sebesar 45%, dan juga antosianin meningkat secara signifikan oleh cekaman kekeringan dibandingkan dengan kontrol yang disiram dengan baik. Di Rhodiola sachalinensis, hasil maksimal dan kandungan salidroside dicapai di bawah kelembaban tanah relatif 55-75% (Xinhai  et al., 2003).

Dua spesies Crataegus (C. laevigata dan C. monogyna) mengalami keadaan defisit air (kekurangan air terus menerus) dan surplus (akar direndam dalam air) untuk menilai efek stres air pada tingkat polifenol di dalamnya, yang mengungkapkan bahwa kekurangan air cekaman air akan menyebabkan peningkatan kandungan asam klorogenat, katekin, dan (−)-epikatekin, tetapi air yang berlebihan tidak menyebabkan peningkatan isi dan dalam beberapa kasus, bahkan penurunan kadar polifenol. Biosintesis antosianin dalam pematangan buah sangat diregulasi oleh cekaman kekeringan. Defisit air juga dapat meningkatkan produksi flavonoid dalam kultur suspensi sel Glycyrrhiza inflata Batal (Yang  et al., 2007).

Pengaruh cekaman kekeringan pada konsentrasi senyawa aktif dalam akar Salvia miltiorrhiza dianalisis oleh Liu et al. (2011), yang menemukan peningkatan besar-besaran di semua senyawa yang dianalisis kecuali asam rosmarinic, dan di antara mereka, kadar tanshinone meningkat paling banyak dalam kondisi kekeringan parah, termasuk tanshinone I meningkat 182%, dan tanshinone IIA bahkan meningkat 322% dibandingkan dengan peningkatan 148% pada situasi kekeringan sedang. Mirip dengan tanshinone, tren peningkatan cryptotanshinone karena stres kekeringan parah juga diamati. Dalam beberapa tahun terakhir, beberapa penelitian telah difokuskan pada mekanisme molekuler metabolisme sekunder dalam menanggapi tekanan abiotik. Aktivasi gen yang terlibat dalam metabolisme sekunder dan biosintesis fenolat. Sebagai contoh, tanaman Selada (L. sativa) melalui cekaman air dapat mengaktifkan gen PAL yang berpartisipasi dalam biosintesis berbagai fenolat dan flavonoid.

Yuan dkk. (2012) melaporkan bahwa defisit air meningkatkan ekspresi beberapa gen biosintesis flavonoid dalam akar Scutellaria baicalensis Georigi. Ekspresi berlebih dari gen AmDEL dari Antirrhinum majus, menghasilkan kulit dan daging buah dengan warna ungu yang intens, secara signifikan meningkatkan akumulasi flavonoid. Ekspresi berlebihan AmDEL ke tanaman Arabidopsis dan tanaman WT diinkubasi selama 4 minggu di bawah cekaman kekeringan untuk mengevaluasi respon tanaman, menunjukkan bahwa kandungan flavonoid total meningkat secara signifikan pada tanaman transgenik toleran dibandingkan dengan tanaman WT Wang  et al., 2016).

Camptothecin diinduksi oleh cekaman kekeringan progresif pada bibit C. acuminate. Pengaruh cekaman kekeringan terhadap kandungan alkaloid dalam P. somniferum ditentukan setelah 5 hari terputusnya suplai air. Perbandingan dengan kelompok kontrol menunjukkan bahwa tiga macam alkaloid (narkotine, morfin, kodein), dan narkotine dan morfin menjadi lebih tinggi setelah waktu yang singkat. Dibandingkan dengan tanaman kontrol tanpa stres, akumulasi total alkaloid di pucuk dan akar C. roseus meningkat secara signifikan di bawah stres oksidatif akibat kekeringan (Jaleel  et al., 2007).

Kandungan glycine betaine (GB) pada tanaman C. roseus meningkat karena kekeringan, karena cekaman kekeringan dapat menginduksi sintesis GB dengan ekspresi berlebihan dari betaine aldehyde dehydrogenase, menunjukkan bahwa osmolyte ini memainkan peran penting dalam melindungi mekanisme sel tanaman dalam kondisi kekeringan. Pada jenis konifer P. sylvestris dan P. abies, total monoterpen dan asam resin pada bibit P. sylvestris yang mengalami kekeringan parah adalah 39% dan 32% lebih tinggi dari kontrol, dan pada bibit P. abies yang mengalami kekeringan parah adalah 35 % dan 45% lebih tinggi (Turtola  et al., 2003). Sampai sekarang, bagaimanapun, beberapa penelitian telah dilakukan tentang pengaruh cekaman abiotik pada metabolisme primer dan sekunder S. officinalis. Dalam studi pertama, Bettaieb et al. (2009) melaporkan efek kekeringan pada asam lemak dan komposisi minyak esensial dan mengungkapkan kandungan monoterpen sekitar 33% lebih tinggi daripada tanaman yang dibudidayakan di bawah kondisi air yang baik. Selain itu, dianalisis jumlah terpenoidfitoaleksin pada akar jagung (Z. mays) yang mengalami penurunan kadar air volumetrik bawah tanah (VWC) dan cekaman garam.

Secara umum, jumlah zealexin dan kauralexin yang lebih tinggi terkandung dalam akar yang terpapar kadar air yang lebih rendah. Jaringan akar yang tertekan oleh 30% VWC memiliki zealexin 4 kali lipat lebih banyak daripada kontrol dengan 60% VWC. Dan kandungan kauralexins meningkat secara signifikan sebesar 2,2 kali lipat di bawah kondisi kekeringan yang lebih sederhana. Sejalan dengan itu, jumlah fitoaleksin secara bertahap terakumulasi seiring berlanjutnya hari kekeringan, tetapi kekuatan tanaman tampaknya menurun sepanjang perjalanan waktu. Setelah 5 hari kekeringan (sepertiga dari VWC tetap), kandungan zealexin dan kauralexin secara signifikan diinduksi untuk meningkat tiga dan empat kali lipat masing-masing, dan terus meningkat saat kekeringan berlanjut (Vaughan  et al., 2015). Dalam penelitian C. asiatica, variasi kandungan asiaticoside dan madecassoside dilaporkan untuk kondisi lingkungan yang berbeda. Saat kelembaban dan suhu meningkat, sampel menunjukkan kandungan tertinggi dari asiaticoside dan total triterpen. Studi lain melaporkan kandungan asiaticoside lebih tinggi pada musim hujan dan lebih rendah pada musim kemarau (Rahajanirina  et al., 2012). Pengaruh cekaman kekeringan terhadap metabolit sekunder tumbuhan ditunjukkan pada Tabel 1.

Tabel 1 Pengaruh Cekaman Terhadap metabolit sekunder

Secara umum, metabolit sekunder utama yang terlibat terhadap cekaman kekeringan adalah senyawa fenolik seperti ditunjukkan pada Gambar 3.

Gambar 3 Peran Senyawa fenolik dalam cekaman kekeringan

1.5 Cekaman Salinitas

Sebagai salah satu cekaman abiotik yang paling parah, cekaman garam membatasi produksi produk alami yang menguntungkan. Di seluruh dunia, luas tanah yang sangat salin telah meningkat melebihi 800 juta hektar. Salinisasi dapat menginduksi interaksi kompleks antara berbagai proses morfologi, fisiologis dan biokimia. Salinisasi dapat menyebabkan stres oksidatif karena produksi spesies oksigen reaktif (ROS) yang tinggi sehingga dapat mengubah metabolisme tanaman. Faktanya, tanaman menghasilkan sejumlah besar Metabolit Sekunder untuk mengais atau mendetoksifikasi ROS.

Perlakuan Aegiceras corniculatum dengan 250 mM NaCl menyebabkan kandungan polifenol meningkat secara signifikan lebih dari dua kali lipat dibandingkan dengan tanaman kontrol, menunjukkan bahwa akumulasi polifenol berperan sebagai metabolit pelindung (Parida  et al., 2004). Pada dua aksesi Cakile maritima di Tunisia (Jerba dan Tabarka), akumulasi polifenol meningkat secara signifikan sebesar 56% dan 30% sebagai respons terhadap perlakuan masing-masing 100 mM dan 400 mM NaCl, sedangkan di Tabarka menurun karena perlakuan NaCl. Setelah perlakuan dengan salinitas sedang (25-50 mM NaCl), kandungan fenolik dalam daun Cynara cardunculus secara dramatis ditingkatkan dengan konsentrasi NaCl 50 mM (Hanen  et al., 2008).

Tekanan berbagai salinitas mengakibatkan akumulasi senyawa fenolik dalam F. esculentum menjadi 57%, 121% dan 153%, lebih tinggi dari kontrol yang diberi perlakuan masing-masing 10, 50, dan 100 mM selama 7 hari. Selain itu, akumulasi senyawa fenolik terutama disebabkan oleh peningkatan kandungan empat senyawa utama termasuk isoorientin, orientin, rutin dan vitexin. Peningkatan salinitas juga ditemukan untuk merangsang biosintesis fenol dan oleuropein di empat kultivar zaitun, terutama di daun. Peningkatan kandungan total fenol terjadi secara tiba-tiba pada 125 mM NaCl yang lebih dari dua kali lipat dari tanaman kontrol terjadi di semua kultivar. Karena perlakuan salinitas tertinggi, konsentrasi Oleuropein adalah 18,5, 5,5, 2,5 dan 3,8 kali lipat lebih besar daripada tanaman kontrol untuk masing-masing 'Zard', 'Ascolana', 'Koroneiki' dan 'Arbequina'. Namun, tren variasi konsentrasi hidroksitirosol daun berbeda dengan oleuropein. Ketika terkena 125 mM NaCl, hidroksitirosol di masing-masing dari semua kultivar menurun tiba-tiba di bawah nilai tanaman kontrol (Petridis  et al., 2012).

Di antara tiga garam klorida (NaCl, KCl dan CaCl2), perlakuan KCl menunjukkan efek yang lebih nyata pada kandungan total fenolat dan flavonoid dalam daun artichoke (C. cardunculus) dan cardoon (C. cardunculus var. altilis). Selain itu, rapeseed (Brassica napus var oleifera) di bawah salinitas meningkat tumbuh untuk mengevaluasi efek salinitas pada total fenolat (TP), non-flavonoid (NF), tanin (TAN), asam fenolik (PA). Pada kecambah awal, TP meningkat 35% dengan salinitas hingga 50 mM NaCl, dibandingkan dengan kontrol dan kemudian sedikit menurun, peningkatan maksimum total-NF (30%) ditunjukkan sesuai dengan perlakuan 25 mM NaCl, dan total-TAN meningkat dengan konsentrasi garam hingga 50 mM dan tetap tinggi sebagai respons terhadap perlakuan 100 dan 200 mM NaCl, sementara salinitas tidak memberikan efek yang jelas pada kandungan total-Pas. Secara keseluruhan, salinitas moderat di 25-50 mM NaCl menyebabkan peningkatan relatif tertinggi dalam konsentrasi fenolik (Falcinelli  et al., 2017). Namun, akumulasi senyawa fenolik pada tanaman oleh cekaman salinitas juga akan tergantung pada spesies tanaman, sehingga senyawa fenolik gagal terakumulasi pada beberapa spesies tanaman. Berkenaan dengan tanaman kontrol, stres salinitas juga menyebabkan penurunan senyawa fenolik (turunan klorogenat dan asam sinapat dan flavonoid) dalam daun brokoli (B. oleracea var. italica cv. Marathon) dan kehilangan lebih tinggi untuk flavonoid daripada untuk tanaman kontrol. turunan asam sinapat.

Cekaman salinitas dapat mengubah kandungan kimia berbagai senyawa fenolik dalam kultivar padi (varietas toleran dan rentan), menyebabkan peningkatan besar total fenolat dan kandungan vanilin dan asam protocatechuic pada varietas toleran, sedangkan sebaliknya, penurunan yang nyata adalah ditemukan di kultivar rentan (Valifard  et al., 2017). Pengaruh konsentrasi NaCl pada kandungan total fenol dalam S. macrosiphon menunjukkan bahwa semua perlakuan dengan konsentrasi NaCl yang berbeda menghasilkan pengurangan yang luar biasa dari kandungan total fenolik dalam daun yang menurun dengan perlakuan peningkatan konsentrasi NaCl. Setelah diinduksi dengan 6,8 dS m−1 NaCl, kandungan total fenolik berkurang 2,6 kali dibandingkan dengan daun kontrol. Namun, salinitas NaCl meningkatkan aktivitas antioksidan total dalam ekstrak metanol daun, mungkin karena peningkatan aktivitas peroksidase (POD) di bawah kondisi stres garam (Imen  et al., 2012).

Kandungan indole alkaloidin C. roseus meningkat karena perlakuan 80 mM NaCl dibandingkan dengan tanaman kontrol tanpa tekanan. Setelah C. roseus diberi perlakuan dengan 150 mM NaCl selama 2 bulan, kandungan vincristine dalam tanaman ini meningkat secara signifikan dibandingkan dengan sampel kontrol, tetapi menurun dengan semakin meningkatnya salinitas dalam perlakuan jangka panjang. Hasil alkaloid dalam C. roseus meningkat secara bertahap dengan durasi stres air laut, dan tanaman diperlakukan dengan 5% air laut memberikan hasil alkaloid lebih tinggi daripada yang diperlakukan dengan 10% air laut. Di antara empat jenis alkaloid, konsentrasi vindoline, catharanthine dan vincristine pada tanaman yang diberi perlakuan 5% air laut meningkat secara signifikan dibandingkan dengan kontrol. Dalam pertimbangan produksi industri, perawatan menggunakan 5% air laut berpotensi mengurangi biaya produksi alkaloid.

Dalam media salinitas setara dengan 100 mM NaCl, akumulasi alkaloid total melebihi kontrol non-salin, dan ditemukan maksimal di akar C. roseus. Demikian pula, salinisasi dapat secara signifikan mengubah akumulasi metabolit sekunder rosemary (Rosmarinus officinalis), terutama menginduksi efek nyata pada komposisi monoterpen. Ditemukan bahwa larutan NaCl pada 100 mM sangat meningkatkan kelimpahan relatif cineole dan camphor, tetapi sedikit menurunkan borneol, -terpineol, nopol, dan camphene (Tounekti  et al., 2011). Selain itu, jaringan akar jagung yang terkena cekaman garam juga dapat meningkatkan konsentrasi fitoaleksin terpenoid asam, sehingga perendaman jaringan akar dalam larutan NaCl pada 500 mM secara dramatis meningkatkan jumlah zealeksin sekitar lima kali lipat, sedangkan perlakuan dengan larutan NaCl konsentrasi rendah (100 mM) secara signifikan menyebabkan kandungan kauralexins meningkat dua kali lipat dibandingkan dengan tanaman kontrol dalam media 0 mM NaCl (Vaughan  et al., 2015). Pengaruh salinitas terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 2.

Tabel 2 Pengaruh salinitas terhadap metabolit sekunder

1.6 Cekaman Logam Berat

Cekaman logam berat merupakan salah satu kendala abiotik utama karena bioakumulasi dan toksisitasnya yang tinggi. Logam berat mempengaruhi kualitas dan khasiat produk alam yang dihasilkan oleh tanaman. Stres logam berat merusak aparatus fotosintesis dengan berinteraksi dengan protein kompleks Light-harvesting II dan mengubah konformasinya. Logam berat merangsang penuaan dengan meningkatkan sintesis etilen diikuti oleh jalur sinyal asam jasmonat (Keunen et al. 2016). Artemisinin adalah seskuiterpen yang disintesis di Artemisia annua L., ketika perlakuan As (0–4500 g L−1) diberikan. Selanjutnya, ini mengarah pada sintesis dan peningkatan regulasi berbagai transkrip gen seperti 3-hidroksi-3-metilglutaril koenzim A reduktase, amorpha-4,11-diena sintase, sitokrom P450 monooksgenase dan farnesil difosfat yang terlibat dalam produksi artemisinin.

Mentha pulegium L. diberi perlakuan dengan konsentrasi 0–25 mg kg 1 Cu dan 0–50 mg kg 1 Zn meningkatkan sintesis komponen utama minyak esensial termasuk pulegone, cis-isopulegon, -pinene, sabinene, 1,8-cineol , dan timol. Panax ginseng Meyer dan Withania somnifera L. Dunal pada konsentrasi Cu yang berbeda meningkatkan produksi senyawa fenolik dan lignin. Trigonella foenum-graecum L. saat diberi Cd dan Co membangkitkan produksi diosgenin, sedangkan Cr dan Ni menghalangi biosintesis diosgenin (Thomas et al. 2011). Hypericum perforatum L. yang terpapar Ni konsentrasi tinggi yaitu, 0,25 dan 50 M mengakibatkan penghambatan sintesis pseudohiperisin dan hiperisin dan sebaliknya pada konsentrasi rendah Cr (VI) yaitu 0,01 dan 0,1 M biosintesis hiperisin total diregulasi (Tirillini dkk. 2006). Pengaruh cekaman logam berat terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 3.

Tabel 3 Pengaruh cekaman logam berat terhadap metabolit sekunder

1.7 Cekaman Cahaya

1.7.1 Fotoperiode

Faktor fotoperiode akan mempengaruhi pertumbuhan dan perkembangan tanaman, dan dengan demikian mengatur biosintesis metabolit sekunder. Studi awal menunjukkan bahwa durasi radiasi cahaya memiliki peran dominan dalam mengatur kadar berbagai turunan fenilpropana fenolik pada spesies Xanthium. Dibandingkan dengan paparan cahaya siang hari yang panjang, paparan cahaya siang hari yang pendek menyebabkan penurunan asam caffeoylquinic sekitar 40% dan bahkan pengurangan sekitar dua kali lipat kandungan aglikon flavonoid. Demikian pula, tumbuh di bawah perlakuan hari pendek, kandungan antosianin pada bibit Pinus contorta tumbuh di bawah sinar matahari pendek terutama lebih rendah daripada yang tumbuh di daerah sinar matahari panjang, sedangkan konsentrasi proanthocyanin dan flavan-3-ols berubah sedikit sebagai periode sinar matahari bervariasi.

Penyinaran cahaya dalam waktu lama (16 jam) pada daun Ipomoea batatas menghasilkan peningkatan dramatis kandungan flavonoid (antosianin, katekin, dan flavonol) dan asam fenolat (asam hidroksisinamik dan asam hidroksibenzoat). Dalam percobaan fotoperiode terkendali, analisis komposisi kimia Vaccinium myrtillus dari wilayah Utara (Lapinjarvi) dan Selatan (Oulu dan Muhos) Finlandia menunjukkan bahwa klon selatan menghasilkan antosianin tertinggi dan turunannya selama periode cahaya 24 jam, dan dibandingkan dengan fotoperiode yang lebih pendek (12 jam), fotoperiode yang lebih lama (24 jam) juga meningkatkan kadar asam klorogenat (Uleberg  et al., 2012). Secara umum, penyinaran matahari sepanjang hari dapat meningkatkan kadar Metabolit Sekunder pada tanaman, dan selanjutnya mendukung peran flavonoid dan asam fenolik dalam melindungi tanaman dari paparan cahaya. Pengaruh fotoperiode terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 4.

Tabel 4 Pengaruh fotoperiode terhadap metabolit sekunder

1.7.2 Intensitas

Senyawa metabolit camptothecin diproduksi dalam menanggapi tekanan lingkungan dan tingkat akumulasinya dapat berubah dengan kondisi iradiasi cahaya. Diketahui bahwa shading dapat menyebabkan perubahan biokimia pada tanaman, terutama pada daun, dan naungan berat hanya 27% sinar matahari penuh, misalnya, dapat meningkatkan konsentrasi camptothecin pada daun Camptotheca acuminata, sedangkan secara substansial mengurangi itu di akar lateral pohon ini.

Untuk populasi Centella asiatica dengan kandungan metabolit sekunder yang tinggi, analisis kualitatif dan kuantitatif menunjukkan bahwa paparan cahaya dapat mempengaruhi kandungan bioaktif triterpen di rumput ini, dan di bawah 70% kondisi naungan mengandung asam asiatik dalam jumlah tertinggi tetapi jumlah terendah. asiatikosida. Selain itu, kandungan flavonoid dan asam klorogenat pada tanaman berkorelasi positif dengan kondisi pencahayaan pertumbuhan (Alqahtani  et al., 2015). Paparan sinar matahari sehari penuh mengakibatkan peningkatan kandungan asiaticoside, madecassoside, flavonoid dan asam klorogenat pada tanaman dibandingkan dengan yang ditanam di bawah 50% naungan. Hasil ini menunjukkan bahwa akumulasi senyawa triterpen dan fenolik pada C. asiatica bergantung pada durasi dan jumlah penyinaran matahari. Komposisi dan aktivitas antioksidan senyawa fenolik di Berberis microphylla dievaluasi secara kualitatif dan kuantitatif di bawah intensitas cahaya yang berbeda. Ditemukan bahwa intensitas cahaya tinggi dapat meningkatkan kandungan antosianin monomer tiga kali lebih banyak daripada intensitas cahaya sedang. Namun untuk kandungan polifenol total, intensitas cahaya tinggi hanya memberikan sedikit peningkatan dibandingkan dengan intensitas cahaya sedang. Sementara itu, intensitas cahaya yang tinggi dapat mengaktifkan kapasitas antioksidan Metabolit Sekunder yang lebih tinggi pada tanaman (Arena  et al., 2017). Pengaruh Intensitas cahaya terhadap metabolit sekunder tumbuhan ditunjukkan pada Tabel 5.

Tabel 5 Pengaruh Intensitas cahaya terhadap metabolit sekunder

1.7.3 Kualitas

Kualitas cahaya juga dapat mempengaruhi sintesis senyawa bioaktif dan metabolisme sekunder tanaman. Cahaya monokromatik lebih sensitif dibandingkan cahaya kombinasi untuk meningkatkan senyawa fenolik antioksidan Lactuca sativa. Kandungan total fenol antioksidan menurun dengan meningkatnya proporsi cahaya merah, dan masing-masing senyawa fenolik individu termasuk klorogenat, caffeic, chicoric dan asam ferulic serta kaempferol menunjukkan perilaku yang sama. Iradiasi UV merupakan faktor abiotik penting yang dalam banyak kasus merangsang produksi metabolit sekunder, dan karenanya telah diterapkan dalam kultur sel dan kalus. Ketika sel disinari dengan UV-B, produksi catharanthine dan vindoline dari Catharanthus roseus ditingkatkan.

Efek menginduksi dari iradiasi UV terus menerus pada kandungan antosianin dari kultur sel Daucus carota diselidiki dan mengungkapkan bahwa akumulasi total antosianin secara signifikan ditingkatkan oleh iradiasi UV. Sebagai salah satu komponen utama, flavonoid diisolasi dari eksudat Cistus, sedangkan di antara berbagai variabel lingkungan dan fisik, iradiasi UV dianggap sebagai penginduksi utama untuk peningkatan kandungan flavonoid (Chaves  et al., 1997). Iradiasi UV pada beberapa spesies Passiflora mampu meningkatkan produksi keempat glikosil flavonoid. Regvar  et al. (2012) secara komparatif mengevaluasi efek iradiasi UV pada konsentrasi rutin, katekin dan quercetin di Fagopyrum esculentum dan F. tataricum, dan menemukan peningkatan spesifik konsentrasi quercetin di F. esculentum ketika terkena iradiasi UV yang ditingkatkan. Kadar flavonoid (terutama kaempferol dan quercetin) dalam daun Populus trichocarpa meningkat sebagai respons terhadap iradiasi UV-B.

C-glikosilflavon ditingkatkan dalam kultivar padi yang toleran terhadap UV tetapi tidak ada dalam kultivar yang rentan. Dengan tambahan UV-B, perbedaan signifikan dalam akumulasi flavonol ditemukan di antara populasi T. repens, dan tingkat glikosida kuersetin meningkat rata-rata 200% (Hofmann  et al., 2000). Untuk Hypericum perforatum, korelasi kuat antara konten rutin dan ketinggian tempat tumbuh diamati. Jumlah rutin pada tanaman yang tumbuh di ketinggian 800 m adalah 4 kali lipat lebih tinggi dari pada tanaman yang tumbuh di ketinggian 200 m, dan perbedaan ini dikaitkan dengan perbedaan tingkat radiasi matahari. Oleh karena itu, penyesuaian kualitas cahaya pada tahap pertumbuhan tertentu harus dipertimbangkan sebagai alat strategis untuk meningkatkan hasil metabolit sekunder. Pengaruh kualitas cahaya terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 6.

Tabel 6 Pengaruh kualitas cahaya terhadap metabolit sekunder

1.7.4 Cekaman UV-B

Panjang gelombang UV-B berpotensi berbahaya dan menyebabkan efek merusak pada tumbuhan dan hewan. Aktivitas antropogenik meningkatkan sinar UV-B yang menyebabkan kerusakan DNA dan pembentukan dimer pirimidin siklobutana pada tanaman. Tanaman juga merespon molekul kecil yang dikenal sebagai elisitor yang mengaktifkan respons yang sama dalam kondisi stres lainnya seperti tanaman. Elisitor ini diperkenalkan dalam sel dalam konsentrasi menit mampu mengarahkan metabolisme, menyebabkan peningkatan pembentukan Metabolit Sekunder tertentu (Singla dan Garg, 2017). Catharanthus roseus yang terpapar sinar UV-B menginduksi sintesis terpenoid dimer, stritosidin sintase, alkaloid indol dan akumulasi RNA triptofan dekarboksilasem. Dalam kultur sel selentingan, hasil penyinaran UV pada kandungan stilben kurang diketahui. Akumulasi stilben yang diberi perlakuan dengan sinar UV menghasilkan produksi stilben yang lebih tinggi (termasuk trans-resveratrol) dan ditemukan bahwa hanya kalus yang tumbuh aktif yang mampu menghasilkan stilben, sedangkan kalus tua telah kehilangan kemampuan tersebut (Tůmová dan Tůma 2011).

Clematis ternifora yang terpapar 120,8 w cm−2 dosis UV-B setelah 36 jam gelap menunjukkan peningkatan kadar gen yang terlibat dalam jalur shikimate seperti shikimate kinase (CtSK), 5-enolpyruvylshikimate-3-phosphate synthase (CtEPSPS), chorismate synthase (CtCS), l-tryptophan synthase (l-CtTS), dan l-serine deaminase (l-CtSD). Di bawah paparan radiasi UV yang tinggi pada gen Clematis terniforathe dan enzim yang berkaitan dengan biosintesis alkaloid diregulasi ke tingkat yang lebih besar dibandingkan dengan kontrol. 10-hydroxygeranioloxidoreductase (10-HGO) meningkat hingga dua kali lipat, tingkat ekspresi mRNA 6-17-odeacetylvindoline O-acetyltransferase (dat), tabersonine 16-hydroxylase (t16h), deacetoxyvindoline 4-hydroxylase (d4h), octadecaniod-derivative responsif catharanthus AP2-domain protein 3 (ORCA3), strictosidine synthase (str), geraniol-10-hydroxylase (g10h), dan 10-hydroxygeraniol oxidoreductase (10-hgo) diekspresikan secara berlebihan dengan ORCA3 t16h dan str ditingkatkan hingga sekitar empat kali lipat.

Tingkat mRNA dari strictosidine -glucosidase (sgd), secologanin synthase (sls), dan tryptophan decarboxylase (tdc) diregulasi setelah 30 menit iradiasi UV-B, tetapi paparan yang terlalu lama hingga 60 menit menyebabkan penurunan. Baru-baru ini dilaporkan bahwa bibit A. annua yang diperbanyak secara in vitro sebagai respons terhadap dosis UV-B rendah (2,8 Wm-2), menunjukkan peningkatan regulasi pada gen seperti HMGR, 1-deoxy-d-xylulose-5-phosphate reductoisomerase (DXR). Isopentenyl pyrophosphate isomerase (IPPi), fernasyl diphosphate synthase (FPS), ADS, cytochrome P450 dependent monooxygenase/hydroxylase (CYP71AV1) dan dihydroartemisinicaldehyde reductase (RED1) yang mengarah pada peningkatan akumulasi artemisin (Pandey dan Pandey-Rai, 2014). Pengaruh UV-B terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 7.

Tabel 7 Pengaruh UV-B terhadap metabolit sekunder

1.8 Cekaman Temperatur

Selama abad ke-20, rata-rata suhu global telah meningkat sebesar 0,74 C, kira-kira meningkat sebesar 0,2 C per dekade. Menurut model iklim global baru-baru ini, suhu rata-rata tahunan di Finlandia dan Eropa Utara diperkirakan 1,2-1,5 C lebih tinggi pada tahun 2040. Simulasi memperkirakan bahwa pemanasan iklim akan menyebabkan pengaruh yang cukup besar pada produksi Metabolit Sekunder dari vegetasi. Sebagai salah satu variabel cuaca utama, suhu dapat secara signifikan mempengaruhi komposisi metabolit sekunder, dan secara umum menaikkan suhu hampir dapat meningkatkan semua Metabolit Sekunder dalam spesies tanaman. Misalnya, komposisi senyawa fenolik (delphinidin-3-O-glucoside, delphinidin-3-O-rutinoside, dan myricetin-3-O-glucoside) dalam tiga kultivar Ribes nigrum menunjukkan korelasi positif dengan suhu (Zheng  et al., 2012), memberikan pedoman penting untuk budidaya berry untuk eksploitasi komersial.

Modulasi suhu terhadap akumulasi alkaloid telah dilaporkan, dan suhu tinggi lebih disukai untuk menginduksi biosintesis alkaloid. Akumulasi total alkaloid (morphinane, phthalisoquinoline dan benzylisoquinoline) di Papaver somniferum kering cukup rendah pada suhu rendah. Sebaliknya, kadar total asam fenolik dan isoflavonoid (genistein, daidzein dan genistin) dalam akar kedelai (Glycine max) meningkat setelah perlakuan pada suhu rendah selama 24 jam, dan di antaranya peningkatan tertinggi sekitar 310% diamati pada genistin. setelah perawatan pada 10 C selama 24 jam, dibandingkan dengan kontrol. Inkubasi suhu tinggi menyebabkan peningkatan insting 10-hydroxycamptothecin (HCPT) sehingga akumulasi HCPT 6 kali lipat pada daun semai C. acuminata terjadi setelah inkubasi pada 40 ◦C selama 2 jam, menunjukkan HCPT terlibat dalam pertahanan terhadap sengatan panas dari lingkungan. Selama empat tahun berturut-turut, kandungan alkaloid yang lebih tinggi dalam enam kultivar Lupinus angustifolius tumbuh di kondisi lapangan terdeteksi pada tahun 2006 dengan suhu lingkungan yang lebih tinggi dari tahun-tahun lainnya (Jansen  et al., 2009).

Eksperimen tambahan di greenhouse pada suhu yang berbeda (10, 20 dan 30 C) juga menegaskan bahwa suhu yang lebih tinggi menghasilkan kandungan alkaloid yang lebih tinggi. Penelitian mengenai pengaruh suhu terhadap kandungan alkaloid pada semai C. roseus umur 60 hari menunjukkan bahwa pada perlakuan heat shock jangka pendek, kandungan vindoline, catharanthine dan vinblastine pada daun lebih tinggi pada suhu 40 C dibandingkan pada suhu 30 C. Lebih khusus lagi, kandungan katarantin meningkat 40% setelah inkubasi pada 40 C selama 2 jam, sementara meningkat perlahan pada 30 C dan mencapai nilai tertinggi pada 6 jam, dan dalam percobaan jangka panjang pada 35 C, konsentrasi alkaloid monomer catharanthine dan vindoline menunjukkan peningkatan tajam. Ketika daun C. roseus terkena suhu rendah, hampir 2 kali lipat dan 2-4 kali lipat pengurangan tingkat katarantin dan vindoline diamati, masing-masing. Selain itu, konsentrasi total alkaloid piperidin dan dua alkaloid piperidin individu dalam jarum cemara Norwegia berusia 1 tahun yang terpapar suhu tinggi secara signifikan lebih tinggi daripada jarum di bawah suhu sekitar. Selain itu, peningkatan suhu mengakibatkan penurunan jumlah total flavonoid dalam kulit kayu serta total katekin dan total asetofenon dalam jarum. Secara keseluruhan, regulasi metabolisme alkaloid menunjukkan bahwa suhu rendah melemahkan regulasi sebagian besar gen jalur biosintesis alkaloid (Dutta  et al., 2007).

Kapasitas emisi isoprena Quercus rubra dan Q. alba dalam kondisi hangat dua kali lipat dalam kondisi dingin. Analisis sebagian besar terpen dalam akar D. carota menunjukkan peningkatan nilai dengan meningkatnya suhu, kecuali bahwa hanya -terpinolene yang menurun secara signifikan dengan meningkatnya suhu. Pada D. carota, kandungan terpen yang tinggi dapat menyebabkan rasa pahit yang kuat menjadi tidak enak bagi konsumen, sehingga perlu untuk menghindari suhu pertumbuhan yang tinggi untuk wortel yang enak. Emisi senyawa seskuiterpen (SQTs) dari tujuh spesies pinus memiliki ketergantungan suhu yang kuat, di mana emisi -caryophyllene, -bergamotene, -farnesene, dan -farnesene meningkat secara eksponensial dengan suhu.

Pada B. pendula, emisi homoterpen C11 4,8-dimethy1-nona-1,3,7-triene (DMNT) dan beberapa seskuiterpen kecuali 3,7-guaiadiene secara konsisten meningkat dengan meningkatnya suhu malam hari. (6–22 C); hampir 100 kali lipat peningkatan tingkat DMNT diperkirakan pada birch yang terpapar 22 C dibandingkan dengan yang terpapar 6 C; dan total emisi SQT menunjukkan peningkatan yang sangat signifikan pada suhu yang lebih tinggi yaitu 18–22 C. Pada kasus P. tremula, baik DMNT maupun non-terpen (NTs) secara konsisten meningkat dari 6 menjadi 14 C, total emisi SQT menunjukkan peningkatan yang signifikan pada kisaran 6–18 C, dan emisi total monoterpen dan seskuiterpen mencapai nilai puncak pada 18 C (Ibrahim  et al., 2010). Selain itu, peningkatan eksponensial dengan meningkatnya suhu diamati pada emisi banyak monoterpen teroksigenasi kecuali (E)-β-farnesene di cemara Norwegia (Picea abies), dan selain itu tidak ada efek suhu pada total emisi terpenoid. Peningkatan suhu juga telah dikonfirmasi untuk mengurangi konsentrasi Metabolit Sekunder pada tanaman. Kandungan antosianin dalam pelepah daun semai Zea mays meningkat dengan keparahan dan durasi dingin, karena induksi gen jalur biosintesis antosianin. Demikian pula, suhu rendah menginduksi akumulasi antosianin pada daun dan batang Arabidopsis thaliana, dan memfasilitasi sintesis antosianin melalui jalur fenilpropanoid yang terkait dengan peningkatan transkrip gen biosintetik flavonoid termasuk fenilalanin amonialyase (PAL) dan kalkon sintase (CHS).

Sebaliknya, suhu tinggi (35 C) menurunkan kandungan antosianin total Vitis vinifera menjadi kurang dari setengahnya perlakuan kontrol (25 C), sebagai akibat dari degradasi antosianin dan penghambatan transkripsi gen biosintetik antosianin (Mori  et al., 2007). Selain itu, pada berbagai tanaman seperti Petunia hybrid, Citrus sinensis, Rosa hybrida, akumulasi antosianin diinduksi oleh suhu rendah dan dihambat oleh suhu tinggi. Pengaruh temperatur terhadap metabolit sekunder ditunjukkan pada Tabel 8.

Tabel 8 Pengaruh temperatur terhadap metabolit sekunder

1.9 Cekaman Mineral Tanah

Nutrisi mineral tanaman tambahan tidak hanya merangsang pertumbuhan tanaman tetapi juga mempengaruhi kandungan metabolit sekunder. Ketersediaan nutrisi tanaman dapat menjadi faktor penting dalam menentukan metabolisme sekunder dan aktivitas antioksidan dalam tanaman. Sejumlah besar percobaan telah menemukan bahwa kekurangan nutrisi tanaman ditandai dengan akumulasi flavonoid, terutama anthocyanin. Hubungan terbalik antara ketersediaan nitrogen dan ketersediaan fosfat dan kandungan flavonol di Arabidopsis dan jaringan bibit tomat tercatat sangat signifikan, dan konsentrasi quercetin, kaempferol dan isorhamnetin meningkat sebagai respons terhadap stres nitrogen atau fosfat di kedua spesies. Ibrahim et al. (2010) menemukan bahwa tingkat nitrogen memiliki dampak yang signifikan terhadap produksi total fenolat dan flavonoid di Labisia pumila Benth. Pupuk dengan perbandingan N:P:K = 1:0.6:1.2 dapat menurunkan kandungan flavonoid tetapi meningkatkan kandungan polifenol pada B. microphylla. Selain itu, aktivitas antioksidan sedikit meningkat dengan bertambahnya jumlah pemupukan.

Pada daun tomat (Lycopersicon esculentum) dengan kondisi rizosfer kekurangan N, antosianin dan salah satu flavonol secara konsisten meningkat 2-3 kali lipat, sedangkan total flavonoid non-antosianin hanya meningkat 14%, sebanding dengan tanaman wild type. Selain itu, stres defisiensi N juga dapat menyebabkan efek yang berbeda pada ekspresi gen yang mengkode enzim biosintetik flavonoid, sehingga kadar mRNA untuk chalcone synthase (CHS) dan dihydroflavonol-4-reductase (DFR) meningkat sementara kadar mRNA dari chalcone isomerase—homolog pita (CHI) menurun dalam menanggapi stres N. Dibandingkan dengan ketersediaan pemupukan, hanya pemupukan bebas nitrogen yang diizinkan untuk mendapatkan kandungan polifenol total tertinggi dan dapat memberikan aktivitas anti radikal positif dan diizinkan untuk mendapatkan kandungan polifenol total tertinggi, meskipun tidak disertai dengan peningkatan dalam hal senyawa fenolik utama (Galieni  et al., 2015).

Defisiensi hara dalam tanah dapat mempengaruhi konsentrasi alkaloid dalam biji L. angustifolius. Di bawah kondisi kekurangan kalium yang parah, konsentrasi alkaloid dalam biji varietas tanaman lupin meningkat drastis sebesar 205%. Pada kisaran kandungan K dari 0 hingga 240 mg/kg tanah, lupanin merupakan alkaloid yang dominan pada varietas manis, sedangkan 13-hidroksilupanin mendominasi pada varietas pahit. Sebaliknya, pupuk nitrogen secara signifikan meningkatkan kandungan alkaloid sebesar 9-17%, dan peningkatan terbesar ditemukan ketika NH4NO3 diterapkan. Pola serupa dari alkaloid dalam menanggapi suplemen nitrogen juga dimulai pada L. albus. Aplikasi simultan magnesium dan nitrogen menurunkan kandungan alkaloid dalam biji.

Kandungan alkaloid total meningkat dengan meningkatnya tingkat pemupukan, mencapai nilai puncak pada 600 kg/ha , dan kemudian menurun pada 800 kg/ha. Penerapan konsentrasi tinggi pupuk amonium nitrat pada Pseudotsuga menziesii menunjukkan peningkatan konsentrasi monoterpenoid (Lerdau  et al., 1995). Dibandingkan dengan jumlah pemupukan 400 mg yang tinggi, pemberian pupuk N 200 mg meningkatkan konsentrasi monoterpenoid pada Thuja plicata selama musim tanam aktif (Agustus). Pemupukan yang tinggi menyebabkan pergeseran monoterpenoid sebagai sumber nutrisi tambahan bergeser ke arah sintesis terpenoid (Blanch  et al., 2007). Pengaruh cekaman mineral tanah terhadap metabolit sekunder tanaman ditunjukkan pada Tabel 9.

Tabel 9 Pengaruh cekaman mineral tanah terhadap metabolit sekunder tanaman

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

BAB 2
Study Case:
Impact of drought stress on specialised metabolism: Biosynthesis and the expression of monoterpene synthases in sage (Salvia officinalis)

2.1  Latar Belakang Penelitian

Penelitian sebelumnya menunukkan bahwa kadar monoterpenes pada sage meningkat secara masif melalui cekaman kekeringan. Cyclic monoterpenes pada Salvia officinalis terdiri atas cineole, camphor, and a/b ethujone, menyusun lebih dari 95% total monoterpene. Enzim kunci yang sesuai adalah sintase monoterpen, yang mengubah geranil-pirofosfat, yang dihasilkan oleh kondensasi IPP dan DMAPP menjadi monoterpen. Meskipun substrat yang sama selalu digunakan, produk reaksi berbeda secara signifikan, tergantung pada sifat enzim. Tiga monoterpen sintase yang paling melimpah dan penting di Salvia officinalis adalah: sintase sineole, yang mengarah langsung ke 1,8-cineole; sintase sabinen, bertanggung jawab untuk langkah pertama dalam pembentukan a- dan -thujone; dan bornyldiphosphate synthase. Pengkodean cDNA ketiga monoterpen sintase ini telah berhasil disekuensing dan diekspresikan secara fungsional dalam Escherichia coli. Meskipun banyak penyelidikan telah membahas dampak cekaman kekeringan pada konsentrasi monoterpen, sampai saat ini, tidak ada informasi yang tersedia tentang efek kekeringan diduga pada ekspresi sintase monoterpen. Tujuan penelitian adalah untuk mengetahui apakah peningkatan tersebut disebabkan oleh peningkatan aktivitas sintase monoterpen yang bertanggung jawab atas biosintesis essential oils dalam sage. Dalam studi ini, dampak cekaman kekeringan pada ekspresi ketiga monoterpen sintase dianalisis untuk menjelaskan apakah peningkatan biosintesis hanya karena keadaan reduksi yang ditingkatkan atau juga karena regulasi aktif enzim kunci.

.

2.2 Metode

Perlakuan Cekaman Kekeringan Moderat pada Salvia officinalis  dengan melakukan monitoring laju evapotranspirasi. Sekitar seratus tanaman Salvia officinalis L., Lamiaceae ditanam di dalam greenhouse dengan kondisi air yang baik selama dua minggu. Kondisi pertumbuhan 16/8 jam (terang/gelap). Dalam setiap case, empat tanaman individu ditanam dalam pot persegi panjang yang berisi campuran 1: 1: 1 (gambut: tanah: pasir). Cekaman kekeringan dimulai dengan terus mengurangi air tanah setengah dari tanaman, sedangkan setengah lainnya dari tanaman dikultur di bawah kondisi air yang baik. Setiap hari, berat seluruh pot tanaman, termasuk tanah dan bahan tanaman, ditentukan

Pengukuran Kadar Monoterpen  dilakukan dengan GLC. Sekitar 100 mg bubuk daun beku dicampur dengan 1 mL heksana dan tetradekana sebagai standar internal (20 mL tetreadecane dalam 100 mL heksana) dalam botol reaksi tertutup. Setiap sampel dianalisis dalam dua percobaan independen, masing-masing terdiri dari tiga ulangan. Ekspresi gen relatif diukur dengan Real Time PCR.

2.2  Hasil dan Pembahasan

Dengan mengurangi pasokan air harian, evapotranspirasi tanaman percobaan dikondisikan hingga 70 hingga 80% dari kontrol yang diberi air. Pendekatan ini memastikan tingkat stres kekeringan sedang tetapi membuat tanaman jauh di atas titik layu. Dibutuhkan sekitar dua sampai tiga hari sampai tingkat evapotranspirasi berkurang yang diinginkan diperoleh. Selanjutnya, setiap hari jumlah air yang menguap yang sama ditambahkan, menghasilkan situasi cekaman kekeringan yang konstan selama percobaan. Pendekatan ini memastikan bahwa tingkat penutupan stomata, dan dengan demikian tingkat stres, dipertahankan di seluruh percobaan. Pengambilan sampel pertama dilakukan setelah dua hari, pada saat yang sama, ketika evapotranspirasi tanaman yang mengalami cekaman kekeringan telah menurun secara nyata. Setelah sembilan hari, ketika tingkat evapotranspirasi akhir yang diekspektasikan sebesar 70% tercapai sepenuhnya, rangkaian sampel kedua diambil. Pengambilan sampel ketiga dilakukan pada hari ke 14, ketika cekaman kekeringan telah berlangsung selama hampir dua minggu (Gbr. 2A). Dalam konteks ini, harus dipertimbangkan bahwa pertumbuhan vegetatif dari kedua percobaan, tanaman yang disiram dengan baik dan tanaman stres sangat mirip. Dengan demikian, tidak ada perbedaan signifikan dalam biomassa yang terjadi (Gbr. 2B).

 

Stres kekeringan menyebabkan peningkatan besar dalam konsentrasi total monoterpen (Gbr. 3A). Hanya dua hari setelah induksi kekeringan, konsentrasi total monoterpen hampir dua kali lipat karena peningkatan kandungan ketiga monoterpen (Gbr. 3B). Namun, berbeda dengan peningkatan stabil dalam konsentrasi thujone, cineol dan champor tidak meningkat lebih lanjut setelah perubahan awal (Gbr. 2B).

Cekaman kekeringan sangat memengaruhi ekspresi monoterpen sintase. Ekspresi sabinen sintase meningkat secara konstan, mencapai sekitar dua kali tingkat awalnya setelah 14 hari (Gbr. 4A), pola yang sangat cocok dengan perubahan konsentrasi thujone, yaitu monoterpen, yang disintesis oleh enzim tersebut (Gbr. 4B ).

Ekspresi bornyl diphosphate synthase juga diregulasi dengan kuat sebagai respons terhadap cekaman kekeringan (Gbr. 5A). Namun, kemudian konsentrasi mRNA menurun kembali, menghasilkan tingkat ekspresi maksimum pada hari kedua. Hal ini sesuai dengan titik dimana evapotranspirasi pada tanaman cekaman kekeringan mulai berkurang. Setelah itu, tingkat transkrip terus menurun. Dalam beberapa hari pertama percobaan, peningkatan ekspresi gen disertai dengan peningkatan yang kuat dari konsentrasi kamper. Selanjutnya, ketika ekspresi bornyl sintase menurun, hanya sedikit champor yang masih diproduksi.

Sedangkan pola ekspresi bornyl diphosphate synthase dan sabinene synthase yang berhubungan dengan cekaman kekeringan hampir serupa (Gbr. 6A). Bornil difosfat sintase diekspresikan di tanaman kontrol. Namun, dalam menanggapi stres kekeringan, ekspresi ini sangat menurun. Perkembangan tersebut sepenuhnya sesuai dengan perubahan konsentrasi sineol. Pada fase pertama percobaan, ekspresi cineole synthase yang masif berkorelasi dengan peningkatan cineole yang masif. Kemudian, sebagai konsekuensi dari downregulation yang kuat, tidak ada cineole tambahan yang diproduksi (Gbr. 6B).

2.4 Kesimpulan

        Kadar monoterpenes meningkat drastis melalui cekaman kekeringan; meningkat dua kali lipat setelah dua hari cekaman.

        Perubahan kadar monoterpen mayoritas selaras dengan pola ekspresi monoterpene synthase.

        Ekspresi bornyl diphosphate synthase di-up-regulated secara kuat; Level maksimum setelah dua hari cekaman.

        Sabinene synthase meningkat secara gradual dan mencapai maksimum setelah dua minggu cekaman.

        Cineole synthase menurun secara kontinu.

        Penelitian ini menunjukkan bahwa peningkatan biosintesis karena cekaman disebabkan oleh upregulasi enzim yang terlibat.

(Radwan  et al., 2017)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DAFTAR PUSTAKA

Akula, R. and Ravishankar, G.A., 2011. Influence of abiotic stress signals on secondary metabolites in plants. Plant signaling & behavior6(11), pp.1720-1731.

Alqahtani, A., Tongkaoon, W., Li, K.M., RazmovskiNaumovski, V., Chan, K. and Li, G.Q., 2015. Seasonal variation of triterpenes and phenolic compounds in Australian Centella asiatica (L.) Urb. Phytochemical analysis26(6), pp.436-443.

Arena, M.E., Postemsky, P.D. and Curvetto, N.R., 2017. Changes in the phenolic compounds and antioxidant capacity of Berberis microphylla G. Forst. berries in relation to light intensity and fertilization. Scientia horticulturae218, pp.63-71.

Atkinson, N.J., Lilley, C.J. and Urwin, P.E., 2013. Identification of genes involved in the response of Arabidopsis to simultaneous biotic and abiotic stresses. Plant physiology162(4), pp.2028-2041.

Bettaieb, I., Zakhama, N., Wannes, W.A., Kchouk, M.E. and Marzouk, B., 2009. Water deficit effects on Salvia officinalis fatty acids and essential oils composition. Scientia horticulturae120(2), pp.271-275.

Bian, S. and Jiang, Y., 2009. Reactive oxygen species, antioxidant enzyme activities and gene expression patterns in leaves and roots of Kentucky bluegrass in response to drought stress and recovery. Scientia Horticulturae120(2), pp.264-270.

Blanch, J.S., Peñuelas, J. and Llusià, J., 2007. Sensitivity of terpene emissions to drought and fertilization in terpenestoring Pinus halepensis and nonstoring Quercus ilex. Physiologia Plantarum131(2), pp.211-225.

Bray, E.A. and Bailey-Serres, J., 2000. Weretilnyk (2000) Responses to abiotic stresses. Biochemical and Molecular Biology of Plants, pp.1158-1249.

Bui, E.N., 2013. Soil salinity: a neglected factor in plant ecology and biogeography. Journal of arid environments92, pp.14-25.

Chaves, N., Escudero, J.C. and Gutierrez-Merino, C., 1997. Role of ecological variables in the seasonal variation of flavonoid content of Cistus ladanifer exudate. Journal of Chemical Ecology23(3), pp.579-603.

Dinneny, J.R., Long, T.A., Wang, J.Y., Jung, J.W., Mace, D., Pointer, S., Barron, C., Brady, S.M., Schiefelbein, J. and Benfey, P.N., 2008. Cell identity mediates the response of Arabidopsis roots to abiotic stress. Science320(5878), pp.942-945.

Dutta, A., Sen, J. and Deswal, R., 2007. Downregulation of terpenoid indole alkaloid biosynthetic pathway by low temperature and cloning of a AP2 type C-repeat binding factor (CBF) from Catharanthus roseus (L). G. Don. Plant cell reports26(10), pp.1869-1878.

Emamverdian, A., Ding, Y., Mokhberdoran, F. and Xie, Y., 2015. Heavy metal stress and some mechanisms of plant defense response. The Scientific World Journal2015.

Falcinelli, B., Sileoni, V., Marconi, O., Perretti, G., Quinet, M., Lutts, S. and Benincasa, P., 2017. Germination under moderate salinity increases phenolic content and antioxidant activity in rapeseed (Brassica napus var oleifera Del.) sprouts. Molecules22(8), p.1377.

Fraire-Velázquez, S., Rodríguez-Guerra, R. and Sánchez-Calderón, L., 2011. Abiotic and biotic stress response crosstalk in plants. Abiotic stress response in plants—physiological, biochemical and genetic perspectives, pp.3-26.

Galieni, A., Di Mattia, C., De Gregorio, M., Speca, S., Mastrocola, D., Pisante, M. and Stagnari, F., 2015. Effects of nutrient deficiency and abiotic environmental stresses on yield, phenolic compounds and antiradical activity in lettuce (Lactuca sativa L.). Scientia Horticulturae187, pp.93-101.

Gupta, B. and Huang, B., 2014. Mechanism of salinity tolerance in plants: physiological, biochemical, and molecular characterization. International journal of genomics2014.

Hanen, F., Ksouri, R., Megdiche, W., Trabelsi, N., Boulaaba, M. and Abdelly, C., 2008. Effect of salinity on growth, leaf-phenolic content and antioxidant scavenging activity in Cynara cardunculus L. In Biosaline agriculture and high salinity tolerance (pp. 335-343). Birkhäuser Basel.

Hilker, M., Schwachtje, J., Baier, M., Balazadeh, S., Bäurle, I., Geiselhardt, S., Hincha, D.K., Kunze, R., MuellerRoeber, B., Rillig, M.C. and Rolff, J., 2016. Priming and memory of stress responses in organisms lacking a nervous system. Biological Reviews91(4), pp.1118-1133.

Hofmann, R.W., Swinny, E.E., Bloor, S.J., Markham, K.R., Ryan, K.G., Campbell, B.D., Jordan, B.R. and Fountain, D.W., 2000. Responses of nine Trifolium repens L. populations to ultraviolet-B radiation: differential flavonol glycoside accumulation and biomass production. Annals of Botany86(3), pp.527-537.

Ibrahim, M.A., Mäenpää, M., Hassinen, V., Kontunen-Soppela, S., Malec, L., Rousi, M., Pietikäinen, L., Tervahauta, A., Kärenlampi, S., Holopainen, J.K. and Oksanen, E.J., 2010. Elevation of night-time temperature increases terpenoid emissions from Betula pendula and Populus tremula. Journal of experimental botany61(6), pp.1583-1595.

Imen, T., Cristina, S., Riccardo, I., Flavia, N.I. and Zeineb, O., 2012. Phenolic acids and total antioxidant activity in Ocimum basilicum L. grown under Na2SO4 medium. Journal of Medicinal Plants Research6(48), pp.5868-5875.

Jaleel, C.A., Manivannan, P., Sankar, B., Kishorekumar, A. and Panneerselvam, R., 2007. Calcium chloride effects on salinity-induced oxidative stress, proline metabolism and indole alkaloid accumulation in Catharanthus roseus. Comptes Rendus Biologies330(9), pp.674-683.

Jansen, G., Jürgens, H.U. and Ordon, F., 2009. Effects of temperature on the alkaloid content of seeds of Lupinus angustifolius cultivars. Journal of agronomy and crop science195(3), pp.172-177.

Jiang, Q.Y., Zhuo, F., Long, S.H., Zhao, H.D., Yang, D.J., Ye, Z.H., Li, S.S. and Jing, Y.X., 2016. Can arbuscular mycorrhizal fungi reduce Cd uptake and alleviate Cd toxicity of Lonicera japonica grown in Cd-added soils?. Scientific reports6(1), pp.1-9.

Keunen, E., Schellingen, K., Vangronsveld, J. and Cuypers, A., 2016. Ethylene and metal stress: metabolit sekunderall molecule, big impact. Frontiers in plant science7, p.23.

Lerdau, M., Matson, P., Fall, R. and Monson, R., 1995. Ecological controls over monoterpene emissions from Douglasfir (Pseudotsuga menziesii). Ecology76(8), pp.2640-2647.

Li, Z., Wakao, S., Fischer, B.B. and Niyogi, K.K., 2009. Sensing and responding to excess light. Annual review of plant biology60, pp.239-260.

Liu, H., Wang, X., Wang, D., Zou, Z. and Liang, Z., 2011. Effect of drought stress on growth and accumulation of active constituents in Salvia miltiorrhiza Bunge. Industrial Crops and Products33(1), pp.84-88.

Matilla, M.A., Ramos, J.L., Bakker, P.A., Doornbos, R., Badri, D.V., Vivanco, J.M. and RamosGonzález, M.I., 2010. Pseudomonas putida KT2440 causes induced systemic resistance and changes in Arabidopsis root exudation. Environmental Microbiology Reports2(3), pp.381-388.

Meena, K.K., Sorty, A.M., Bitla, U.M., Choudhary, K., Gupta, P., Pareek, A., Singh, D.P., Prabha, R., Sahu, P.K., Gupta, V.K. and Singh, H.B., 2017. Abiotic stress responses and microbe-mediated mitigation in plants: the omics strategies. Frontiers in plant science8, p.172.

Mori, K., Goto-Yamamoto, N., Kitayama, M. and Hashizume, K., 2007. Loss of anthocyanins in red-wine grape under high temperature. Journal of experimental botany58(8), pp.1935-1945.

Pandey, N. and Pandey-Rai, S., 2014. Short term UV-B radiation-mediated transcriptional responses and altered secondary metabolism of in vitro propagated plantlets of Artemisia annua L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC)116(3), pp.371-385.

Parida, A.K., Das, A.B., Sanada, Y. and Mohanty, P., 2004. Effects of salinity on biochemical components of the mangrove, Aegiceras corniculatum. Aquatic botany80(2), pp.77-87.

Petridis, A., Therios, I., Samouris, G. and Tananaki, C., 2012. Salinity-induced changes in phenolic compounds in leaves and roots of four olive cultivars (Olea europaea L.) and their relationship to antioxidant activity. Environmental and Experimental Botany79, pp.37-43.

Prasch, C.M. and Sonnewald, U., 2013. Simultaneous application of heat, drought, and virus to Arabidopsis plants reveals significant shifts in signaling networks. Plant physiology162(4), pp.1849-1866.

Radwan, A., Kleinwächter, M. and Selmar, D., 2017. Impact of drought stress on specialised metabolism: biosynthesis and the expression of monoterpene synthases in sage (Salvia officinalis). Phytochemistry141, pp.20-26.

Rahajanirina, V., Rakotondralambo Raoseta, S.N.O., Roger, E., Razafindrazaka, H., Pirotais, S., Boucher, M. and Danthu, P., 2012. The influence of certain taxonomic and environmental parameters on biomass production and triterpenoid content in the leaves of Centella asiatica (L.) Urb. from Madagascar. Chemistry & biodiversity9(2), pp.298-308.

Regvar, M., Bukovnik, U., Likar, M. and Kreft, I., 2012. UV-B radiation affects flavonoids and fungal colonisation in Fagopyrum esculentum and F. tataricum. Open Life Sciences7(2), pp.275-283.

Silva, E.D., Ribeiro, R.V., Ferreira-Silva, S.L., Viégas, R.A. and Silveira, J.A.G., 2010. Comparative effects of salinity and water stress on photosynthesis, water relations and growth of Jatropha curcas plants. Journal of Arid Environments74(10), pp.1130-1137.

Singla, P. and Garg, N., 2017. Plant flavonoids: Key players in signaling, establishment, and regulation of rhizobial and mycorrhizal endosymbioses. In Mycorrhiza-function, diversity, state of the art (pp. 133-176). Springer, Cham.

Thomas, J.E., Bandara, M., Driedger, D. and Lee, E.L., 2011. Fenugreek in western Canada. Am. J. Plant Sci. Biotech5, pp.32-44.

Thomashow, M.F., 2010. Molecular basis of plant cold acclimation: insights gained from studying the CBF cold response pathway. Plant physiology154(2), pp.571-577.

Tirillini, B., Ricci, A., Pintore, G., Chessa, M. and Sighinolfi, S., 2006. Induction of hypericins in Hypericum perforatum in response to chromium. Fitoterapia77(3), pp.164-170.

Tiwari, S., Singh, P., Tiwari, R., Meena, K.K., Yandigeri, M., Singh, D.P. and Arora, D.K., 2011. Salt-tolerant rhizobacteria-mediated induced tolerance in wheat (Triticum aestivum) and chemical diversity in rhizosphere enhance plant growth. Biology and Fertility of soils47(8), pp.907-916.

Todaka, D., Nakashima, K., Shinozaki, K. and Yamaguchi-Shinozaki, K., 2012. Toward understanding transcriptional regulatory networks in abiotic stress responses and tolerance in rice. Rice5(1), pp.1-9.

Tounekti, T., Vadel, A.M., Ennajeh, M., Khemira, H. and MunnéBosch, S., 2011. Ionic interactions and salinity affect monoterpene and phenolic diterpene composition in rosemary (Rosmarinus officinalis). Journal of Plant Nutrition and Soil Science174(3), pp.504-514.

Tůmová, L. and Tůma, J., 2011. The effect of UV light on isoflavonoid production in Genista tinctoria culture in vitro. Acta physiologiae plantarum33(2), pp.635-640.

Turtola, S., Manninen, A.M., Rikala, R. and Kainulainen, P., 2003. Drought stress alters the concentration of wood terpenoids in Scots pine and Norway spruce seedlings. Journal of chemical ecology29(9), pp.1981-1995.

Uleberg, E., Rohloff, J., Jaakola, L., Trôst, K., Junttila, O., Häggman, H. and Martinussen, I., 2012. Effects of temperature and photoperiod on yield and chemical composition of northern and southern clones of bilberry (Vaccinium myrtillus L.). Journal of Agricultural and Food Chemistry60(42), pp.10406-10414.

Valifard, M., Mohsenzadeh, S. and Kholdebarin, B., 2017. Salinity effects on phenolic content and antioxidant activity of Salvia macrosiphon. Iranian Journal of Science and Technology, Transactions A: Science41(2), pp.295-300.

Vaughan, M.M., Christensen, S., Schmelz, E.A., Huffaker, A., Mcauslane, H.J., Alborn, H.T., Romero, M., Allen, L.H. and Teal, P.E., 2015. Accumulation of terpenoid phytoalexins in maize roots is associated with drought tolerance. Plant, cell & environment38(11), pp.2195-2207.

Wahid, A., Gelani, S., Ashraf, M. and Foolad, M.R., 2007. Heat tolerance in plants: an overview. Environmental and experimental botany61(3), pp.199-223.

Wang, F., Zhu, H., Kong, W., Peng, R., Liu, Q. and Yao, Q., 2016. The Antirrhinum AmDEL gene enhances flavonoids accumulation and salt and drought tolerance in transgenic Arabidopsis. Planta244(1), pp.59-73.

Xinhai, S., Yang, W. and Xiufeng, Y., 2003. Effect of soil moisture on growth and root-salidroside content in Rhodiola sachalinensis. Plant Physiology Communications39(4), pp.335-336.

Xu, Z.Z. and Zhou, G.S., 2006. Combined effects of water stress and high temperature on photosynthesis, nitrogen metabolism and lipid peroxidation of a perennial grass Leymus chinensis. Planta224(5), pp.1080-1090.

Xu, Z., Shimizu, H., Ito, S., Yagasaki, Y., Zou, C., Zhou, G. and Zheng, Y., 2014. Effects of elevated CO 2, warming and precipitation change on plant growth, photosynthesis and peroxidation in dominant species from North China grassland. Planta239(2), pp.421-435.

Xu, Z., Jiang, Y., Jia, B. and Zhou, G., 2016. Elevated-CO2 response of stomata and its dependence on environmental factors. Frontiers in plant science7, p.657.

Yang, Y., He, F., Yu, L., Chen, X., Lei, J. and Ji, J., 2007. Influence of drought on oxidative stress and flavonoid production in cell suspension culture of Glycyrrhiza inflata Batal. Zeitschrift für Naturforschung C62(5-6), pp.410-416.

Yao, D., Zhang, X., Zhao, X., Liu, C., Wang, C., Zhang, Z., Zhang, C., Wei, Q., Wang, Q., Yan, H. and Li, F., 2011. Transcriptome analysis reveals salt-stress-regulated biological processes and key pathways in roots of cotton (Gossypium hirsutum L.). Genomics98(1), pp.47-55.

Yuan, Y., Liu, Y., Wu, C., Chen, S., Wang, Z., Yang, Z., Qin, S. and Huang, L., 2012. Water deficit affected flavonoid accumulation by regulating hormone metabolism in Scutellaria baicalensis Georgi roots. PloS one7(10), p.e42946.

Zheng, J., Yang, B., Ruusunen, V., Laaksonen, O., Tahvonen, R., Hellsten, J. and Kallio, H., 2012. Compositional differences of phenolic compounds between black currant (Ribes nigrum L.) cultivars and their response to latitude and weather conditions. Journal of agricultural and food chemistry60(26), pp.6581-6593.

Tidak ada komentar:

Posting Komentar